Nature、Science关注CRISPR基因编辑新成果

　　利用一种创新性基因编辑技术，加州大学的科学家们构建出了一种蚊子品系，其能够通过后代将一些疟疾阻断基因快速导入蚊子种群，最终消灭这种昆虫向人类传播疟疾的能力。

　　

生物通报道  利用一种创新性基因编辑技术，加州大学的科学家们构建出了一种蚊子品系，其能够通过后代将一些疟疾阻断基因快速导入蚊子种群，最终消灭这种昆虫向人类传播疟疾的能力。

这种新模型代表了在建立抗虐蚊子种群研究工作中取得的一个重大进展，随着进一步的开发其有可能帮助消灭这一每年危害全球数百万人健康的疾病。

这项研究工作发布在11月23日的《美国国家科学院院刊》（PNAS）上，同日Nature和Science网站都对这一成果进行了热点报道。

为了构建出这一品种，加州大学欧文分校和圣地亚哥分校的研究人员将一个DNA元件插入到了斯氏按蚊(Anopheles stephensi)的生殖细胞中，使得一种可以阻止疟疾传播的基因能够以惊人的遗传率传递给99.5%的后代。斯氏按蚊是亚洲主要的疟疾媒介。

这项研究凸显了一种强大的基因编辑工具CRISPR的实用价值，它使得进入细胞核中剪断DNA替代突变基因或插入新基因成为可能。

加州大学欧文分校分子生物学、生物化学、分子生物学与分子遗传学教授Anthony James说：“这为利用这一技术来消灭疟疾带来了真正的希望。”

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近20年来，James实验室一直专注于利用遗传工程技术构建抗病蚊子。他的抗登革热模型已在墨西哥的笼试验中进行了测试，2012年他帮助证实可将源自小鼠免疫系统、破坏这一寄生虫生物学的抗体导入到蚊子体内。但只有一半的蚊子后代可以遗传这一性状。

今年早些时候，加州大学圣地亚哥分校生物学家Ethan Bier、Valentino Gantz采用果蝇开展研究，宣称开发出了一种生成双拷贝基因突变的新方法。这一诱变链式反应涉及利用CRISPR相关Cas9核酸酶，使得能够以95%的遗传率通过生殖细胞传递突变。

两组研究人员合作联合了Bier和Gantz方法与James的蚊子。Gantz用Cas9酶和一条导向RNA组装抗虐基因构建出了一个遗传“盒子”，当将其注入到蚊子胚胎中时，可以靶向生殖细胞DNA高度特异的位点插入抗虐抗体基因。

为了确保携带疟疾阻断抗体的元件能够达到预期的DNA位点，研究人员在这一盒子中纳入了一种蛋白，它使得后代眼睛发出红色荧光。几乎100%的后代（准确地说是，99.5%）显示这一性状，James说对于这样一个能够改变遗传性状的系统而言这是一个惊人的结果。

他补充说，还需要进一步测试来证实这些抗体的效力，这有可能最终促进野外研究（延伸阅读：遗传界大牛Nature子刊：解决CRISPR基因驱动隐忧的新策略 ）。James说：“这是重要的第一步。我们知道这一基因在起作用。我们构建出来的蚊子并非最终的品牌，但我们知道这一技术将使得我们能够有效地构建出大种群。”

加州大学圣地亚哥分校生物学教授Bier还指出，“这些系统所具有的携带大遗传负载的能力，应该在未来使用相关基于CRISPR的‘活化遗传’系统中得到广泛地应用。”

疟疾是世界上主要的健康问题之一。世界上40%以上的人口生活在面临疟疾感染风险的区域。根据美国疾病预防控制中心的数据，每年有3亿-5亿疟疾病例，每年近100万人死于这一疾病—主要是婴儿、少年儿童与孕妇，其中大部分生活在非洲。

（生物通：何嫱）

生物通推荐原文摘要：

Highly efficient Cas9-mediated gene drive for population modification of the malaria vector mosquito Anopheles stephensi

Genetic engineering technologies can be used both to create transgenic mosquitoes carrying antipathogen effector genes targeting human malaria parasites and to generate gene-drive systems capable of introgressing the genes throughout wild vector populations. We developed a highly effective autonomous Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats (CRISPR)-associated protein 9 (Cas9)-mediated gene-drive system in the Asian malaria vector Anopheles stephensi, adapted from the mutagenic chain reaction (MCR). This specific system results in progeny of males and females derived from transgenic males exhibiting a high frequency of germ-line gene conversion consistent with homology-directed repair (HDR). This system copies an ∼17-kb construct from its site of insertion to its homologous chromosome in a faithful, site-specific manner. Dual anti-Plasmodium falciparum effector genes, a marker gene, and the autonomous gene-drive components are introgressed into ∼99.5% of the progeny following outcrosses of transgenic lines to wild-type mosquitoes. The effector genes remain transcriptionally inducible upon blood feeding. In contrast to the efficient conversion in individuals expressing Cas9 only in the germ line, males and females derived from transgenic females, which are expected to have drive component molecules in the egg, produce progeny with a high frequency of mutations in the targeted genome sequence, resulting in near-Mendelian inheritance ratios of the transgene. Such mutant alleles result presumably from nonhomologous end-joining (NHEJ) events before the segregation of somatic and germ-line lineages early in development. These data support the design of this system to be active strictly within the germ line. Strains based on this technology could sustain control and elimination as part of the malaria eradication agenda.