HIF-1α在氧浓度转换过程中动态调控小鼠胚胎干细胞多能性的阶段特异性机制研究

　　为解决HIF-1α在氧浓度转换过程中调控胚胎干细胞多能性的争议性问题，研究人员通过整合ChIP-seq、RNA-seq和功能实验，揭示了HIF-1α呈现"结合-释放-再结合"的动态模式，并发现其通过LIFR/JAK-STAT通路在稳定常氧和低氧条件下维持mESCs多能性，而在急性低氧阶段作用微弱。该研究为干细胞微环境调控提供了新见解。

　　

在生命科学领域，氧浓度微环境对干细胞命运的调控一直是研究热点。缺氧诱导因子1α（HIF-1α）作为细胞应对低氧的核心转录因子，其在小鼠胚胎干细胞（mESCs）多能性调控中的作用却存在巨大争议——既有研究认为它促进多能性，也有证据显示其诱导分化。更关键的是，从常氧到低氧的动态转换过程中，HIF-1α如何协调这些看似矛盾的功能尚属未知。

针对这一科学难题，中国科学院的研究团队在《Journal of Biological Chemistry》发表了创新性研究成果。他们通过系统分析HIF-1α在常氧（Normoxia）、急性低氧（Hypoxia_d2）和稳定低氧（Hypoxia_d6）三种条件下的基因组结合特征，结合功能验证实验，首次揭示了HIF-1α调控mESCs多能性的动态规律。

研究主要运用了四大关键技术：1) 染色质免疫共沉淀测序（ChIP-seq）描绘HIF-1α全基因组结合图谱；2) RNA测序（RNA-seq）分析基因表达变化；3) CRISPR-Cas9基因编辑构建HIF-1α、HIF-1β和LIFR敲除细胞系；4) 碱性磷酸酶（AP）染色等多能性检测体系。所有实验均使用AB2.2 mESCs细胞系（源自中国科学院干细胞库）。

HIF-1α作为转录因子在常氧向低氧转换过程中的动态变化
通过分析HIF-1α ChIP-seq数据，研究发现其呈现独特的"结合-释放-再结合"模式：在急性低氧阶段（Hypoxia_d2）尽管蛋白表达量最高，但基因组结合峰数量和强度却最低；而在稳定低氧（Hypoxia_d6）时结合最强。值得注意的是，HIF-1α在常氧和稳定低氧时偏好结合启动子近端区域，而在转换阶段更多结合远端增强子区域。

HIF-1α在氧浓度转换过程中调控可变的生物学过程和通路
基因本体（GO）分析显示，HIF-1α在常氧和稳定低氧时显著富集到干细胞多能性维持相关通路（如JAK-STAT），而在急性低氧阶段无此特征。Motif分析发现HIF-1α在不同氧条件下协同不同的转录因子，其中仅HIF-1α/ARNT复合物是三种条件共有的。

HIF-1α动态调控的差异基因集
研究人员将靶基因分为7个集合，发现g5集合（常氧和稳定低氧特异性靶基因）独特地参与多能性调控。典型例子包括Fam183b
和Ndrg1
，它们在转换阶段脱离HIF-1α调控。而g7集合（三条件共有靶基因）如Ldha
和Pgk1
则持续受HIF-1α调控，主要参与基础代谢。

HIF-1α的偏向性结合导致其在氧浓度转换过程中对mESCs多能性的差异调控作用
RNA-seq和基因敲除实验证实，HIF-1α缺失在常氧和稳定低氧时显著降低多能性基因（如Nanog
、Esrrb
）表达，但在急性低氧时影响微弱。关键发现是HIF-1α通过直接调控Lifr
（白血病抑制因子受体）表达影响JAK-STAT3通路，该基因在转换阶段出现HIF-1α结合缺失。乳酸检测实验进一步验证HIF-1α对糖酵解的调控也具有阶段特异性。

HIF-1α在稳定常氧和低氧而非急性低氧中对多能性的作用
通过AP染色、OCT4免疫荧光等实验，研究证实HIF-1α敲除仅在常氧和稳定低氧导致多能性显著下降。而LIFR敲除实验显示，HIF-1α过表达维持多能性的作用完全依赖LIFR。值得注意的是，HIF-1β（ARNT）敲除产生与HIF-1α敲除相似的表型，且双敲除未出现叠加效应，表明二者通过形成异源二聚体发挥作用。

这项研究的重要结论在于：HIF-1α通过"结合-释放-再结合"的动态模式，阶段特异性地调控mESCs多能性——在常氧和稳定低氧时通过LIFR/JAK-STAT通路维持多能性，而在急性低氧转换期暂时"放手"，此时多能性主要受氧浓度本身调控。该发现不仅解决了领域内长期存在的争议，还为优化干细胞培养条件提供了理论依据：在临床应用中，需要根据氧浓度转换的不同阶段采取差异化策略来维持干细胞特性。

研究的创新性体现在三个方面：首次揭示HIF-1α基因组结合的动态振荡规律；发现LIFR是连接氧感应与多能性调控的关键效应分子；提出"转录因子阶段性卸载"的新概念。未来研究可进一步探索HIF-1α协同因子的身份，以及组蛋白修饰（如H3K4me3、H3K27ac）在氧浓度转换中的调控作用。这些发现对再生医学中干细胞的定向分化调控具有重要指导价值。